MANUAL DE TOMA Y MANEJO DE MUESTRAS BIOLOGICAS EN PERROS Y GATOS

TE DEJO SU INDICE

1. Asepsia y desinfección del paciente en la toma de muestra sanguínea
2. Consideraciones importantes
3. Los frascos más utilizados y ml a tomar
4. Manejo de muestras para laboratorio
5. Errores más comunes
6. Cómo tomar muestras de orina
7. PAAF – Punción con aguja fina

1. ASEPSIA Y DESINFECCIÓN DEL PACIENTE EN LA TOMA DE MUESTRA SANGUÍNEA

• Depilación del área de punción.
• Desinfección con algodón humedecido en alcohol yodado.
• Preparar jeringas nuevas y frascos rotulados.
• Comunicación clara con el tutor y manejo tranquilo del paciente.

2. CONSIDERACIONES IMPORTANTES

• Evaluar estado del paciente (sano vs. sintomático).
• Presencia del tutor y manejo del estrés ambiental.
• Sedación solo si es estrictamente necesario.

3. LOS FRASCOS MÁS UTILIZADOS Y ML A TOMAR

• Amarillo → Perfil bioquímico, enzimas, hormonas.
• Lila → Hemograma, Mycoplasma, Ehrlichia, leucemia, inmunodeficiencia.
• Verde → Perfil y hemograma cuando hay poca muestra.
• Gris → Glucosa.
• Celeste → Coagulación.
• Volúmenes recomendados: gatos 1–1,5 ml para trasvasijar 0,5 ml por tubo.
• Técnica de punción: torniquete en vena cefálica, bisel hacia arriba, evitar hemólisis.

4. MANEJO DE MUESTRAS PARA LABORATORIO

• Homogeneizar tubos lila al menos 10 veces, suavemente.
• Rotular correctamente: nombre paciente, tutor, fecha, hora, examen solicitado.
• Conservación: refrigerar si no se analiza de inmediato, transporte seguro y rápido.
• Enviar al laboratorio lo antes posible, llenar fichas sin errores.

5. ERRORES MÁS COMUNES

• Volumen insuficiente en tubos.
• Mal trasvasijado (aguja sin apoyar bisel en pared del tubo).
• Coagulación en jeringa.
• Retirar aguja antes de completar muestra o presionar bruscamente.
• No realizar hemostasia posterior.

6. CÓMO TOMAR MUESTRAS DE ORINA

• Métodos: cistocentesis ecoguiada (preferida), micción espontánea, sondaje (requiere sedación si no hay obstrucción).
• Volumen ideal: 8–10 ml (mínimo 3 ml).
• Conservación: igualar temperatura ambiente, luego refrigerar; enviar con gel pack si distancia es larga.
• Rotulación y ficha del paciente.

7. PAAF – PUNCIÓN CON AGUJA FINA

• Indicaciones: masas sólidas, ganglios, inflamaciones; no usar en contenido líquido.
• Técnica: depilar y desinfectar, punción con mínimo 4 trayectos, vaciar contenido sobre portaobjetos, hacer extendido, dejar secar.
• Conservación y envío: cajas portaobjetos separadas, no requiere refrigeración.

ASEPSIA Y DESINFECCIÓN DEL PACIENTE EN LA TOMA DE MUESTRA SANGUÍNEA

Consideraciones importantes

1. Estado del paciente
• Los pacientes que acuden a toma de muestra pueden encontrarse sintomáticos y decaídos o bien sanos, en controles de rutina (jóvenes, adultos o senior).
• La manipulación debe ser delicada y segura, independiente de la condición clínica.
2. Presencia del tutor
• Generalmente el tutor acompaña al paciente en el box o mesa de examen.
• El tutor suele estar muy atento a la manipulación, por lo que es clave mantener un ambiente de confianza y transparencia.
3. Comunicación y manejo del entorno
• Explicar el procedimiento de manera clara y sencilla al tutor antes de iniciar.
• Generar un ambiente tranquilo, reduciendo ruidos y movimientos bruscos que puedan estresar a la mascota.
• Procurar que tanto el tutor como el paciente se sientan seguros y contenidos.
4. Colaboración del tutor
• Si el tutor colabora en la sujeción, debe hacerlo con calma y siguiendo las indicaciones del personal médico.
• Si su presencia genera ansiedad o interfiere con la toma de muestra, se le solicitará esperar en otra área hasta finalizar el procedimiento.

PROTOCOLO DE ASEPSIA Y TOMA DE MUESTRA SANGUÍNEA

Preparación del área y del material

1. Depilación del sitio de punción
• La depilación del área es primordial para una buena visualización y punción del vaso.
2. Vías de acceso más utilizadas
• Vena cefálica (miembro torácico).
• Vena safena lateral o medial (miembro pélvico).
• Vena yugular (cuello, acceso central).
3. Desinfección del sitio
• Realizar limpieza con algodón humedecido en alcohol yodado, retirando polvo u otra materia orgánica presente.
• Este paso también favorece la visualización del vaso.
4. Material estéril
• Utilizar siempre una jeringa nueva, recién extraída de su envoltorio.
• Mantener a mano al menos dos jeringas de 3 ml en caso de pérdida o fallo en la primera punción.
5. Manejo de tubos de muestra
• Los frascos o tubos deben estar rotulados previamente antes de la toma.
• Una vez obtenida la muestra, colocar inmediatamente en gradillas para evitar confusión o contaminación cruzada.

PROTOCOLO DE TOMA DE MUESTRA SANGUÍNEA

A) Selección del tubo según análisis

• Amarillo → Perfil bioquímico, enzimas, hormonas.
• Lila → Hemograma, Mycoplasma, Ehrlichia, leucemia e inmunodeficiencia.
• Verde → Perfil bioquímico y hemograma (cuando la muestra es escasa y no se puede dividir).
• Gris → Glucosa.
• Celeste → Pruebas de coagulación.

B) Técnica de punción

1. Colocación de torniquete
• En caso de vena cefálica, aplicar torniquete firme en zona del codo.
• Retirar torniquete inmediatamente después de obtener la muestra.
2. Ingreso de la aguja
• La jeringa debe ingresar con el bisel hacia arriba y visible.
• Nunca introducir la aguja con el émbolo presionado ni con aire en el interior, ya que esto altera la muestra (hemólisis).
3. Obtención de la muestra
• Mantener la aguja en la vena hasta completar el volumen requerido.
• Retirar antes de tiempo puede causar colapso o inflamación de la vena.
• Procurar una punción suave y estable para evitar daño en el tejido blando.

PROTOCOLO DE TOMA DE MUESTRA SANGUÍNEA

C) Velocidad y calidad de la toma

• La extracción debe ser lenta, sin brusquedad y sin apuro excesivo.
• El tiempo ideal de aspiración es de 5 a 7 segundos para evitar coagulación de la muestra.
• No forzar el émbolo: aspirar con presión suave y constante. Una manipulación brusca provoca hemólisis de los glóbulos rojos.

D) Reintentos

• Si no se logra obtener el volumen requerido, se debe realizar un nuevo intento en otro sitio donde la vena esté íntegra, sin inflamación ni hematomas.
• Nunca insistir en el mismo punto dañado o colapsado.

E) Volumen de muestra y distribución en tubos

·       Consideración en gatos: suelen entregar menor volumen que los perros, incluso si estos últimos son de talla pequeña.

·       Se recomienda tomar entre 1 ml a 1,5 ml en total.

·       Este volumen permite distribuir:

o   0,5 ml en tubo lila (hemograma).

o   0,5 ml en tubo amarillo (perfil bioquímico).

o   0,5 ml en tubo gris (glucosa), según requerimiento del examen.

(tubo gris-tubo amarillo-tubo lila, frasco orina)

MANEJO DE MUESTRAS PARA LABORATORIO

A) Homogenización de la muestra

·       Una vez tomada la muestra, mezclar inmediatamente según el tipo de tubo.

·       Tubo lila (EDTA – hemograma):

o   Homogeneizar al menos 10 veces de forma lenta y segura.

o   Inclinar el tubo suavemente para que la sangre se deslice por las paredes internas.

o   Evitar agitar de forma brusca, ya que esto destruye glóbulos rojos (hemólisis) y altera el recuento celular.

B) Rotulación y registro

·       Verificar que cada tubo esté rotulado correctamente con:

o   Nombre del paciente.

o   Nombre del tutor.

o   Fecha y hora de la toma.

o   Tipo de examen solicitado.

·       Colocar los tubos en gradilla para evitar derrames, confusión o daño mecánico.

C) Conservación y transporte

·       Tubo lila y amarillo (hemograma y perfil bioquímico): mantener en refrigeración a 4 °C si no se procesan de inmediato.

·       Tubo gris (glucosa): transportar lo antes posible para asegurar resultados confiables.

·       Evitar la exposición directa a luz solar o calor durante el traslado.

·       El transporte debe realizarse en caja térmica o contenedor adecuado.

MANEJO POST-TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS

A) Posicionamiento y temperatura

·       Una vez tomadas, las muestras deben permanecer bien posicionadas en gradilla, evitando inclinaciones o golpes.

·       Mantener a temperatura ambiente por al menos 30 minutos tras la toma, para estabilización.

·       Posteriormente, se recomienda refrigerar (4 °C), especialmente en verano o cuando el box no cuenta con ambiente fresco.

B) Envío a laboratorio

·       Las muestras deben ser enviadas lo antes posible desde su obtención.

·       Generalmente se reúnen las muestras tomadas durante la mañana y se envían todas juntas a su destino.

·       Evitar retrasos excesivos que comprometan la calidad diagnóstica.

C) Registro y documentación

·       Es obligatorio rellenar las fichas de envío de forma clara y sin errores, incluyendo:

o   Nombre del paciente.

o   Nombre del propietario.

o   Número de contacto.

o   Fecha y hora de la toma.

o   Exámenes solicitados.

·       Todo registro debe quedar listo y revisado antes del envío al laboratorio.

ERRORES MÁS COMUNES EN LA TOMA DE MUESTRAS SANGUÍNEAS

1.      Volumen insuficiente en los tubos

o   Error frecuente: llenar con menos sangre de la recomendada.

o   Ejemplo:

§  Tubo pequeño con volumen inferior al mínimo.

§  Tubo grande con menos de lo marcado como necesario.

o   Esto afecta la proporción sangre/anticoagulante y altera los resultados del examen.

2.      Mal trasvasijado de la muestra

o   En tubos grandes con tapa de goma, la jeringa debe incidir la goma apoyando el bisel en la pared interna.

o   Evitar inyectar la sangre directamente hacia el centro del tubo, ya que esto genera espuma, hemólisis o formación de coágulos.

o   Siempre trasvasijar lentamente, dejando que la sangre escurra suavemente por la pared del tubo.

·       Nunca retirar la tapa del tubo.

·       No forzar el vaciado con presión; cada tubo posee un vacío interno que permite que la muestra ingrese lentamente hasta el volumen recomendado.

CONSIDERACIONES IMPORTANTES:

A) Prevención de coagulación en la jeringa

·       No dejar la sangre retenida en la jeringa, ya que puede coagular antes del trasvasijado.

·       En caso de coagulación, se debe descartar la muestra y repetir la toma.

·       Recordar que en muchos casos la muestra sanguínea puede ser la única vía diagnóstica disponible, por lo que no se debe desaprovechar la instancia.

B) Hemostasia posterior

·       Una vez retirada la aguja, solicitar a la persona de apoyo que realice hemostasia inmediata en el sitio de punción.

·       Aplicar presión suave con un algodón limpio o gasa estéril para evitar sangrado y formación de hematomas.

C) Uso de bránula (catéter intravenoso)

·       Se recomienda tomar la muestra con bránula en casos específicos:

o   Pacientes deshidratados.

o   Pacientes con anemia evidente.

o   Pacientes muy inquietos o agresivos, en los que la venopunción directa es riesgosa o poco efectiva.

PROTOCOLO DE TOMA DE MUESTRAS DE ORINA

A) Métodos de recolección

1.      Punción vesical ecoguiada (cistocentesis)

o   Es el método de elección por ser el más estéril y confiable.

o   Se recomienda siempre que el paciente pueda ser manipulado o sedado de forma segura.

2.      Micción espontánea

o   Se utiliza cuando el paciente no puede ser sedado o no se deja manipular para la punción.

o   Es el método menos estéril, pero útil para exámenes generales (servirá solo para uroanálisis).

3.      Sondaje uretral

o   Se realiza principalmente en casos de obstrucción uretral durante el procedimiento de desobstrucción.

o   Si se hace solo para recolección de muestra, requiere sedación.

o   La sonda debe ser nueva, estéril y de un solo uso por paciente.

o   Una vez obtenida la muestra, se retira la sonda y se despierta al paciente.

B) Volumen recomendado

·       Ideal: 8–10 ml.

·       Mínimo aceptable: 3 ml.

·       Se recomienda obtener la mayor cantidad posible, ya que generalmente se solicitan:

o   Uroanálisis (sedimento, cristales, densidad, pH, etc.).

o   Urocultivo (recuento bacteriano y antibiograma).

C) Conservación y transporte

·       Una vez tomada, la muestra debe igualar la temperatura ambiente antes de refrigerar.

·       Conservar en refrigeración (4 °C) hasta su envío.

·       Si el laboratorio está lejos, enviar en contenedor refrigerado con gel pack.

D) Rotulación y registro

·       Todo frasco debe estar correctamente rotulado con:

o   Nombre del paciente.

o   Especie.

o   Fecha y hora de la toma.

·       Acompañar siempre con la ficha correspondiente, evitando errores entre pacientes.

(muestra insuficiente)

PAAF – PUNCIÓN ASPIRATIVA CON AGUJA FINA

A) Consideraciones importantes

·       Método diagnóstico para evaluación citológica en:

o   Inflamaciones.

o   Aumentos de volumen en tejidos consistentes (ejemplo: ganglios linfáticos, masas sólidas/tumores).

·       No recomendado en lesiones con contenido líquido (ej.: mucocele salival, abscesos).

o   En esos casos, se recomienda enviar muestra en tórula para cultivo o en frasco estéril.

·       Puede realizarse con guía ecográfica para mayor precisión.

·       Técnica segura, rápida y de bajo costo.

·       Generalmente ocasiona mínima molestia al paciente y no requiere sedación en la mayoría de los casos.

B) Preparación del área

·       Depilar el sitio de punción.

·       Desinfectar con antiséptico adecuado.

C) Técnica

1.      Introducir la aguja con émbolo y realizar mínimo 4 trayectos dentro de la lesión sin retirarla completamente.

o   Buscar el área de tejido más alterado.

2.      Retirar la aguja y descargar el contenido sobre un portaobjetos aplicando presión suave.

3.      Realizar extendido con el parte central del portaobjetos, con la finalidad de no arrastrar con ningún borde filudo del portaobjeto.

4.      Dejar secar al aire (no soplar, no usar calor).

D) Conservación y envío

·       Colocar las láminas en cajas portaobjetos (cada muestra separada para evitar contacto).

·       Si no se dispone de caja, separar con papel o espuma dentro de un sobre rígido.

·       No requiere refrigeración.

·       Enviar lo antes posible al laboratorio de citología.